AG Scholz
MAPs Single Molecule Motility Group / Einzelmolekülmotilität von Motorproteinen
Forschungsschwerpunkt
Ein Schwerpunkt der Arbeitsgruppe ist die funktionelle Charakerisierung von Kinesinen, Myosinen und Dynein auf Einzelmolekülebene. Der intrazelluläre Transport z.B. in Nervenzellen, die Trennung der replizierten Chromosomen während der Zellteilung, das Schlagen von Flagellen und Zilien sowie die Muskelkontraktion vielzelliger Lebewesen sind Beispiele für Bewegungen von und in lebenden Organismen. Sie basieren auf der zyklischen Interaktion der Motorproteine Kinesin , Myosin und Dynein mit Strukturproteinen des Zytoskeletts wie Aktin und Tubulin.
Motorproteine der Kinesinfamilie sind Mikrotubuli-aktivierte ATPasen. Sie bewegen sich entlang von Mikrotubuli, röhrenförmigen Strukturen des Zytoskellets. Diese werden aus Protofilamenten gebildet, die durch Polymerisation von α/β-Tubulin-Heterodimeren entstehen. Das konventionelle Kinesin (auch Kinesin-1, Abbildung 1) wurde ursprünglich in Riesenaxonen von Tintenfischen entdeckt, wo es für den Vesikeltransport in die Zellperipherie der Nervenzellen zuständig ist. Im Gegensatz zum muskulären Myosin-2 ist das konventionelle Kinesin ein prozessives Motormolekül. Das heißt, es kann Hunderte von 8 nm langen Schritten, entsprechend der Größe eines α/β-Tubulin-Heterodimers, entlang eines Mikrotubulus machen, ohne von diesem zu dissoziieren. Vermutlich jeder Schritt ist dabei an die Hydrolyse eines Moleküls ATP gekoppelt. Die Fähigkeit von Kinesin, lange Strecken entlang von Mikrotubuli zu wandern, ohne von diesen zu dissoziieren, ist für seine biologische Funktion als Langstreckentransporter äußerst wichtig. Jedoch ist noch nicht im Detail geklärt, wie Kinesinmoleküle ihre beiden Motordomänen dafür koordinieren oder wie die Laufrichtung von Kinesinmolekülen bestimmt wird.
Möglichkeiten zur Untersuchung dieser Fragen bieten hier Messungen auf der Ebene einzelner Moleküle. Eine dafür sehr gut geeignete Technik ist die TIRF- (Total Internal Reflection Fluorescence) oder Evanescent wave Mikroskopie. Mit ihr lassen sich z.B. einzelne fluoreszenzmarkierte ATP- und Motormoleküle detektiertieren und deren Bewegungen verfolgen. So kann die Bewegung einzelner Motormoleküle mit der Bindung und Hydrolyse von fluoreszenzmarkiertem ATP korreliert werden. Diese Assays erlauben uns auch, funktionelle Auswirkungen gezielt eingeführter Mutationen in den Motorproteinen zu charakterisieren. Damit kann die funktionelle Relevanz einzelner Strukturelemente sowie die strukturelle Basis der Kommunikation zwischen den einzelnen Domänen der Motorproteine abgeleitet werden.
Movie 1: Einzelmolekülassay Kinesin-1 auf einem Mikrotubulus
Movie 1 zeigt ein Beispiel für die ATP-getriebenen prozessiven Bewegungen einzelner, fluoreszenzmarkierter Kinesinmoleküle (grün) auf einem immobilisierten, ebenfalls fluoreszenzmarkierten Mikrotubulus (rot).
Abb. 2: (A) Momentaufnahme einzelner sich bewegender Kinesin-1 Moleküle (grün) entlang eines immobilisierten markierten Mikrotubulus (Länge 34 µm, rot) in Gegenwart von ATP. (B) Ein einzelnes Kinesinmolekül (grün) bewegt sich prozessiv entlang des immobilisierten Mikrotubulus. (C) Gerichtete Bewegungen der einzelnen Kinesinmoleküle sind in einem Positions-Zeit-Plot (Kymograph) als nach rechts abweichende (grüne) Linien zu erkennen (Laufgeschwindigkeit 500-600 nm/s).
Movie 2: Mikrotubuli-Gleitassay
In Movie 2 ist ein Mikrotubuli-Gleitassay zu sehen, bei dem fluoreszenzmarkierte Mikrotubuli (rot) unter ATP-Verbrauch auf einem Rasen immobilisierter Kinesinmoleküle (nicht sichtbar) bewegt werden.
- Dr. rer. nat. Tim Scholz
- M.Sc. Jennifer Osten (Reitmeier) (Doktorandin)
- Cand. dent. Maral Mohebbi (Doktorandin)
- Petra Uta (Medizinischen Technologinnen für Laboratoriumsanalytik)
Hier finden Sie mehr zum Thema Lehre in der Physiologie für Human- Zahnmediziner, Biologen, Biomediziner oder Biochemiker.
- Osten, J., Mohebbi, M., Uta, P., Matinmehr, F., Wang, T., Kraft, T., Amrute-Nayak, M., Scholz, T. (2022) Myosin essential light chain 1sa decelerates actin and thin filament gliding on β-myosin molecules. J Gen Physiol. Oct 3; 154(10):e202213149. Doi: 10.1085/jgp.202213149.
- Wang, T., Spahiu, E., Osten, J., Behrens, F., Gruenhagen, F., Scholz, T., Kraft, T., Nayak, A., Amrute-Nayak, M. (2022) Cardiac ventricular myosin and slow skeletal myosin exhibit dissimilar chemo-mechanical properties despite bearing the same myosin heavy chain isoform. J Biol Chem. 2022 May 24:102070. Doi: 10.1016/j.jbc.2022.102070.
- Amrute-Nayak, M., Nayak, A., Steffen, W., Tsiavaliaris, G., Scholz, T., Brenner, B. (2019) Transformation of the non-processive fast skeletal myosin II into a processive motor. Small. Jan 18:e1804313. Doi: 10.1002/smll.201804313.
- Behrens, V.A., Walter, W.J., Peters, C., Wang, T, Brenner, B., Geeves, M.A., Scholz, T.*, Steffen, W.* (2018) Mg2+-free ATP regulates native cytoplasmic dynein’s processivity. FEBS Letters. Doi: 10.1002/1873-3468.13319. (*geteilte Letztautorenschaft)
- Pfeffer, T.J., Sasse, F., Schmidt, C.F., Lakämper, S., Kirschning, A., Scholz, T. (2016) The natural diterpene tonantzitlolone A and its synthetic enantiomer inhibit cell proliferation and kinesin-5 function. Eur J Med Chem. 112:164-170. Doi: 10.1016/j.ejmech.2016.02.022.
- Scholz, T. # und Mandelkow, E. (2014) Transport and diffusion of Tau protein in neurons. Cell Mol Life Sci. 71, 3139-50. [Epub 2014 Apr 1 as doi: 10.1007/s00018-014-1610-7] (#corresponding author)
- Amrute-Nayak, M., Lambeck,K.-A., Radocaj, A., Huhnt, H.E., Scholz, T., Hahn, N., Tsiavaliaris, G., Walter, W.J., Brenner, B. (2014) ATP turnover by individual myosin molecules hints at two conformers of the myosin active site. Proc Natl Acad Sci USA. 111(7):2536-41. Doi: 10.1073/pnas.1316390111.
- Hinrichs, M.H., Jalal, A., Brenner, B., Mandelkow, E., Kumar, S., Scholz, T. (2012) Tau protein diffuses along the microtubule lattice. J Biol Chem. 287, 38559-68.
- Brenner, B., Hahn, N., Hanke, E., Martinmehr, F., Scholz, T., Steffen, W., Kraft, T. (2012) Mechanical and kinetic properties of β-cardiac/slow skeletal muscle myosin. J Muscle Res Cell Motility. Doi:10.1007/s10974-012-9315-8.
- Rump, A.*, Scholz, T.*, Thiel, C., Hartmann, F.K., Uta, P., Hinrichs, M.H., Taft, M.H., Tsiavaliaris, G. (2011) Myosin-1C associates with microtubules and stabilizes the mitotic spindle during cell division. J Cell Sci. 124, 2521-8. (*geteilte Erstautorenschaft)
- Kommentar in „In this issue: Myosin-1C gives spindles support” J Cell Sci. (2011) 124:e1501.
- Scholz, T., Vicary, J.A., Jeppesen, G.M., Ulcinas, A., Hörber, J.K.H., Antognozzi, M. (2011). Processive behaviour of kinesin observed using micro-fabricated cantilevers. Nanotechnology. 22,095707. Doi: 10.1088/0957-4484/22/9/095707
- Kommentar in Demming, A. “Editorial: Nanodevices come to life” Nanotechnology 22 (2011) 090201 (2pp).
- Radtke, K., Kieneke, D., Wolfstein, A., Michael, K., Steffen, W., Scholz, T., Karger, A., Sodeik, B. (2010). Plus- and Minus-end Directed Microtubule Motors Bind Simultaneously to Herpes Simplex Virus Capsids using Different Inner Tegument Structures. PLoS Pathog 6, e1000991. Doi:10.1371/journal.ppat.1000991.
- Amrute-Nayak, M., Antognozzi, M., Scholz, T., Kojima, H., Brenner, B. (2008). Inorganic phosphate binds to the empty nucleotide binding pocket of conventional myosin II. J Biol Chem. 283, 3773-3781.
- Scholz, T., Altmann, S.M., Antognozzi, M., Tischer, C., Hörber, J.K.H., Brenner, B. (2005). Mechanical properties of single myosin molecules probed with the Photonic Force Microscope. Biophys J. 88, 360-371.
- Becker, N.B., Altmann, S.M., Scholz, T., Hörber, J.K.H., Stelzer, E.H.K., Rohrbach, A. (2005). Three-dimensional bead position histograms reveal single-molecule nanomechanics. Physical Review E. 71, 021907 (7 pages).
- Scholz, T. und Brenner B. (2003). Actin sliding on reconstituted myosin filaments containing only one myosin heavy chain isoform. J Muscle Res Cell Motility. 24, 77-86.
- Köhler, J., Winkler, G., Schulte, I., Scholz, T., McKenna, W., Brenner, B., Kraft, T. (2002). Mutation of the myosin converter domain alters cross-bridge elasticity. Proc Natl Acad Sci USA. 99, 3557-3562.
- Einflüsse des mit der Alzheimer-Krankheit assoziierten Tau Proteins auf die Kinesinfunktion, Mitarbeiter: Müller HS, Jalal A, Uta P; Kooperation: Mandelkow, E, MPI-ASMB, Hamburg; Manstein D, Biophysikalische Chemie, MHH
- Wirkungsmechanismen kleinmolekularer Hemmstoffe auf mitotische Kinesinmoleküle, Mitarbeiter: Pfeffer T; Kooperation: Kirschning A, Institut für Organische Chemie, LUH; Schmidt CF, Georg-August-Universität Göttingen
- Klasse 1 Myosine als Regulatoren von Mikrotubulidynamik und Kinesinfunktion, Mitarbeiter: Uta P; Kooperation: Tsiavaliaris G, Biophysikalische Chemie, MHH
- Mechanische Charakterisierung einzelner Kinesinmoleküle mit dem Lateral Molecular Force Mikroskop und dem Photonischen Kraftmikroskop, Kooperation: Antognozzi M, Hörber H, University of Bristol, UK