Kontraktions-Relaxationsfunktion und mechano-chemische Kopplung von Myofibrillen

Untersuchungen von humanen, aus humanen pluripotenten Stammzellen abgeleiteten Kardiomyozyten und tierischen Kontraktionsmodellen unter nicht-pathologischen und pathologischen Bedingungen 

 

Forschungsschwerpunkt

Funktion von Kontraktion/Relaxation und mechanisch-chemische Kopplung von Myofibrillen

Die Hauptfunktion von Kardiomyozyten (CMs), Kraft zu erzeugen und ihre Länge zu verkürzen, erfolgt, wenn sich die subzellulären Myofibrillen aufgrund multipler Interaktionen zwischen ATPase-getriebenen Myosinmotoren und Aktinfilamenten zusammenziehen. Myofibrillen bestehen aus vielen in Serie angeordneten Sarkomeren, die direkt die Kontraktions-Relaxations-Ereignisse der Herzmuskelzellen bei zyklischer Variation der intrazellulären Ca2+-Konzentration steuern. Daher stellen isolierte Myofibrillen ein kontraktiles Modell dar, das verwendet wird, um sarkomerische Protein-bezogene Prozesse zu verstehen, die die kontraktile Funktion von Hermuskelzellen in Abwesenheit von Ca2+-Handhabungssystemen und von Upstream-Signalen bestimmen.

Myofibrillen können mit schnellen kinetischen mikromechanischen und chemischen Techniken untersucht werden, da sie dünn sind und sich in einem schnellen Diffusionsgleichgewicht mit ihrer Umgebung befinden. Wir haben einen mikromechanischen Aufbau etabliert, der einen Atomkraft-Cantilever als nN-empfindlichen Kraftsensor verwendet. Dieser Aufbau erlaubt einen schnellen Wechsel der Lösungen, denen die Myofibrillen ausgesetzt sind, und die kraftkinetischen Parameter der myofibrillären Aktivierung und Relaxation bei verschiedenen Ca2+-Konzentrationen können mit hoher Zeitauflösung analysiert werden. Verschiedene etablierte biochemische Methoden können die stationäre oder transiente ATPase-Aktivität des sarkomerischen Myosinmotors unter Verwendung von mechanisch unbelasteten, nativen Myofibrillen oder unter Verwendung von Myofibrillen, deren Verkürzung durch chemische Quervernetzung weniger Myosinköpfe zu den Aktinfilamenten verhindert wurde, bestimmen. Diese Untersuchungen können eine Korrelation der biochemischen Ereignisse mit den mechanischen Ereignissen während des Querbrücken-Zyklus anhand der Isoform-Zusammensetzung der sarkomerischen Proteine ermöglichen.

Subzelluläre Myofibrillen können aus menschlichen (z.B. Biopsien), vom Menschen stammenden und nicht-menschlichen Herz- und Skelettmuskelzellen (z.B. Maus, Ratte, Kaninchen, Zebrafisch und hESC-/hiPSC-CMs) gewonnen werden.

 

In vitro-differenzierte Kardiomyozyten

Humane pluripotente Stammzellen-abgeleitete Herzmuskelzellen (hPSC-CMs) haben ein großes Potenzial für die Behandlung von kardiovaskulären Erkrankungen durch Zelltransplantation oder künstliches Herzgewebe, für die Bewertung der Effizienz und Toxizität von pharmakologischen Substanzen oder für die Verwendung als zelluläre Krankheitsmodelle in vitro. hPSC-CMs weisen im Vergleich zu ventrikulären Herzmuskelzellen des erwachsenen menschlichen Herzens eine Reihe von unreifen Merkmalen auf. Daher stellt die Charakterisierung von hPSC-CMs auf verschiedenen hierarchisch miteinander verbundenen Ebenen (molekulare, subzelluläre, zelluläre und multizelluläre Ebene) und das Verständnis, wie extrazelluläre Umgebung und intrazelluläre Faktoren die subzellulären Myofibrillen und die Zellreifung von hPSC-CMs unter pathologischen und nicht-pathologischen Bedingungen beeinflussen können, für uns wichtige Forschungsziele dar.

siehe auch Forschungsbericht

 

Unsere Forschungsinteressen beziehen sich auf:

  • Verständnis und Identifizierung von biophysikalischen Faktoren, die die funktionelle Reifung von hPSC-CMs in vitro in Richtung eines ventrikuläreren Phänotyps verbessern könnten;
  • Definition des Reifungsstadiums von hPSC-CMs auf verschiedenen hierarchisch miteinander verknüpften Ebenen (molekulare, subzelluläre, zelluläre und künstliche Gewebeebene) mit dem Ziel, hPSC-CMs als kontraktiles Modell für verschiedene Kardiomyopathien weiter zu verwenden;
  • Verständnis der funktionellen primären Konsequenzen von Missense-Mutationen (z.B. Kardiomyopathie-verknüpfte Mutationen), die in sarkomerischen Proteinen (z.B. im Myosin-Motor) auftreten, unter Verwendung des hPSC-CMs Modells in verschiedenen Reifungsstadien in vergleichenden Studien mit adulten menschlichen Herzmuskelzellen;
  • myofibrilläre Phänotypisierung unter Einbeziehung von Untersuchungen mit mehreren mikromechanischen und biochemischen Methoden für Studien zu Entwicklung, Regeneration und Erbkrankheiten.

 

 

Gruppenmitglieder


Gemeinsame Mitarbeiter   

  

  • Joachim Meißner (Molekular- und Zellbiologie)
  • Birgit Piep (Proteinanalyse, Zellkultur
  • Alexander Lingk (Mechanik)
  • Torsten Beier (Optik und Optoelektronik)
  • Uwe Krumm (Elektronik)    

 

Methoden:

  • Mikromechanische Untersuchung der kontraktilen Funktion von Myofibrillen
  • Biochemische Analyse von sarkomerischen Proteinen

 

Relevante (ausgewählte) Publikationen

  • Why make a strong muscle weaker? Iorga B., Kraft T., J Gen Physiol, . 2021 Jul 5;153(7):e202112928.doi: 10.1085/jgp.202112928. Epub 2021 Jun 9. PubMed
  • M. Kawai, R. Stehle, G. Pfitzer and B. Iorga, Phosphate has dual roles in cross-bridge kinetics in rabbit psoas single myofibrils, J. Gen. Physiol. 2021 Vol. 153 No. 3, DOI: 10.1085/jgp.202012755, PubMed
  • Peter Franz, Vincent Gassl , Andrea Topf , Luca Eckelmann, Bogdan Iorga, Georgios Tsiavaliaris "A thermophoresis–based biosensor for real–time detection of inorganic phosphate during enzymatic reactions", Biosensors and Bioelectronics 169 (2020) 112616, doi:10.1016/j.bios.2020.112616
  • Iorga B., Schwanke K., Weber N., Wendland M., Greten S., Piep B., dos Remeidos C.G., Martin U., Zweigerdt R., Kraft T., Brenner B. (2018) “Differences in Contractile Function of Myofibrils within Human Embryonic Stem Cell-Derived Cardiomyocytes vs. Adult Ventricular Myofibrils Are Related to Distinct Sarcomeric Protein Isoforms“, Frontiers in Physiology, 8:1111 DOI:10.3389/fphys.2017.01111 PubMed
  • Weber N., Greten S., Wendland M., Schwanke K., Iorga B., Fischer M., Geers-Knörr C., Hegermann J., Wrede C., Fiedler J., Kempf H., Franke A., Piep B., Pfanne A., Thum T., Martin U., Brenner B., Zweigerdt R., Kraft T. (2016) “Stiff matrix induces switch to pure β-cardiac myosin heavy chain expression in human ESC-derived
  • cardiomyocytes”, Basic Research in Cardiology, 111:68 DOI: 10.1007/s00395-016-0587-9 PubMed 
  • Elhamine F., Iorga B., Krüger M., Hunger M., Eckhardt J., Sreeram N., Bennink G., Brockmeier K., Stehle R., Pfitzer G. (2016) “The postnatal development of right ventricular myofibrillar biomechanics in relation to the sarcomeric protein phenotype in pediatric patients with conotruncal heart defects”, Journal of the American Heart Association, 5:e003699 DOI:10.1161/JAHA.116.003699 PubMed 
  • Iorga B., Wang L., Stehle R., Pfitzer G., Kawai M. (2012) “ATP binding and cross-bridge detachment steps during full Ca²⁺ activation: comparison of myofibril and muscle fibre mechanics by sinusoidal analysis“, J Physiol.-London, 590: 3361-73 PubMed
  • Lopez-Davila A.J., Elhamine F., Ruess D.F., Papadopoulos S., Iorga B., Kulozik F.P., Zittrich S., Solzin J., Pfitzer G., Stehle R. (2012) “Kinetic Mechanism of Ca²⁺-controlled changes of skeletal troponin I in psoas myofibrils”, Biophys. J, 103: 1254-64 PubMed
  • Iorga B., Neacsu C.D., Neiss W.F., Wagener R., Paulsson M., Stehle R., Pfitzer G. (2011) “Micromechanical function of myofibrils isolated from skeletal and cardiac muscles of the zebrafish”, The Journal of General Physiology (ISSN: 0022-1295), Vol.137(3):255-270 PubMed
  • Stehle R., Iorga B. (2010) “Kinetics of cardiac sarcomeric processes and rate-limiting steps in contraction and relaxation“, J Mol Cell Cardiol (ISSN: 0022-2828), Vol.48(5):843-850 PubMed
  • Stehle R., Solzin J., Iorga B., Poggesi C. (2009) “Insights into the kinetics of Ca²⁺-regulated contraction and relaxation from myofibril studies”, Pfluger Archives – European Journal of Physiology (ISSN: 0031-6768), Vol.458(2):337-57 PubMed
  • Iorga B., Blaudeck N., Solzin J., Neulen A., Stehle I., Lopez-Davila A. J., Pfitzer G., Stehle R. (2008) “Lys184 deletion in troponin I impairs relaxation kinetics and induces hypercontractility in murine cardiac myofibrils”, Cardiovacular Research (ISSN: 0008-6363), Vol. 77:676-686 PubMed
  • Roels B., Reggiani C., Reboul C., LionneC., Iorga B., Obert P., Tanguy S., Gibault A., Jougla A., Travers F., Millet G., Candau R. (2008) “Paradoxial effects of endurance training and chronic hypoxia on soleus myofibrillar ATPase activity”, American Journal of Physiology – Regulatory, Integrative and Comparative Physiology (ISSN: 0363-6119), Vol. 294(6):R1911-1918 PubMed
  • Stehle R., Iorga B., Pfitzer G. (2007) “Calcium regulation of troponin and its role in the dynamics of contraction and relaxation”, American Journal of Physiology – Regulatory, Integrative and Comparative Physiology (ISSN: 0363-6119), Vol. 292(3):R1125-R1128 PubMed
  • Solzin J., Iorga B., Sierakowski E., Gomez-Alcazar D. P., Ruess D. F., Kubacki T., Zittrich S., Blaudeck N., Pfitzer G., Stehle R. (2007) “Kinetic mechanism of the Ca²⁺-
  • dependent switch-on and -off of cardiac troponin in myofibrils”, Biophysical Journal (ISSN: 0006-3495), Vol. 93(11):3917-3931 PubMed
  • Iorga B., Adamek N., Geeves M. A. (2007) “The slow skeletal muscle isoform of myosin shows kinetic features common to smooth and non-muscle myosins”, Journal of Biological Chemistry (ISSN: 0021-9258), Vol. 282(6):3559-3570 PubMed
  • Stehle R., Solzin J., Iorga B., Gomez D., Blaudeck N., Pfitzer G. (2006) “Mechanical properties of sarcomeres during cardiac myofibrillar relaxation: stretch-induced cross-bridge detachment contributes to early diastolic filling“, J. Muscle Res. Cell Motil. (ISSN: 0142-4319), Vol. 27:423-434 PubMed
  • Iorga B., Candau R., Travers F., Barman T., Lionne C. (2004) “Does phosphate release limit the ATPase of relaxed soleus myofibrils? Evidence that (A)M×ADP×Pi states predominate on the cross-bridge cycle”, J. Muscle Res. Cell Motil. (ISSN: 0142-4319), Vol. 25 (4-5):367-378 PubMed
  • Candau R., Iorga B., Travers F., Barman T., Lionne C. (2003) “At physiological temperatures the ATPase rates of shortening soleus and psoas myofibrils are similar”, Biophysical Journal (ISSN: 0006-3495), Vol. 85:3132-3141 PubMed
  • Lionne C., Iorga B., Candau R., Travers F. (2003) “Why choose myofibrils to study muscle myosin ATPase?”, J. Muscle Res. Cell Motil. (ISSN: 0142-4319), Vol. 24 (2-3):139-148 PubMed
  • Lionne C., Iorga B., Candau R., Piroddi N., Webb M. R., Belus A., Travers F., Barman T. (2002) "Evidence that phosphate release is the rate limiting step on the ATPase of psoas myofibrils prevented from shortening by chemical cross-linking", Biochemistry (ISSN: 0006-2960), Vol. 41:13297-13308 PubMed

 

Kollaborationen

 

  • Intern (MHH): Leibniz-Forschungslaboratorien für Biotechnologie und künstliche Organe (LEBAO), HTTG-Chirurgie, NIFE
  • Extern: Universität zu Köln, Universität Bukarest, Universität Sydney